Ouvrir le menu principal
Principes du barcoding de l'ADN

Le barcoding moléculaire, DNA barcoding, parfois francisé en codage à barres de l'ADN[1], est une technique récente de taxonomie moléculaire permettant la caractérisation génétique d'un individu ou d'un échantillon d'individu à partir d'une courte séquence d'ADN (marqueur distinctif) choisie en fonction du groupe étudié. A la fin des années 2010, des séquenceurs d'ADN rapides, portables et bon marché apparaissent sur le marché permettant par exemple de travailler en pleine mer ou en plein jungle où des millions d'espèces sont encore à identifier[2].

Il sert aujourd’hui, aussi bien à classer des individus d'espèces inconnues, qu'à distinguer de nouvelles espèces ou détecter l'origine et l'identité d'un échantillon. Paul Hebert, de l'Université de Guelph au Canada, inventeur du concept a estimé qu'on l'on pourra un jour suivre l'évolution de la vie sur la planète comme on suit aujourd'hui la météo[2]. « La science de la biodiversité entre dans une ère d'or », selon Hebert. Alors qu'il fallait des décennies voire des siècles pour identifier de nouvelles espèces et pour la positionner dans l'arbre de la vie. Non seulement il devient possible de détecter rapidement des milliers d'espèces "nouvelles", en quelques heures à partir d'un seul échantillon et bientôt pour quelques centimes seulement[2].

Le métabarcoding a été vendu comme pouvant aider à améliorer l'inventaire du vivant plus vite que les espèces ne disparaissent, pour enfin peut-être résoudre ce que l'ONU a nommé « l'obstacle taxonomique », c'est-à-dire le manque de taxonomistes pour identifier et classer les espèces et autres taxons vivant sur la planète. Il fait cependant l'objet de limitations importantes : l'exploitation des résultats du barcoding moléculaire repose nécessairement sur des bases de références construites à l'aide de spécimens identifiés par des taxonomistes compétents, des débats existent pour décider des marqueurs pertinents selon les organismes, le « barcoding gap » — distance génétique seuil supposée discriminer les espèces — est une chimère dans de nombreux groupes, plusieurs espèces peuvent partager un même code-barres, plusieurs code-barres peuvent exister au sein d'une espèce, etc.

Sommaire

UtilisationsModifier

Par exemple, les biologistes peuvent ainsi :

  • analyser un échantillon de poisson[3] prélevé dans un restaurant ou un marché pour savoir à quelle espèce il appartient
  • identifier de quelle espèce de plante proviennent certaines feuilles ou écorces ou encore le régime alimentaire d'un animal à partir de l'analyse du contenu de son estomac ou de ses selles.
  • étudier les systèmes prédateurs-proies, éventuellement in situ, notamment pour les espèces du sol, nocturne ou aquatiques plus difficiles à observer[2].
  • mieux évaluer les effets du climat, de la pollution et/ou de la fragmentation écologique ou des changements d'affectation des sols sur la biodiversité

Le métabarcodingModifier

Le métabarcoding[4] désigne l'étude de tout un assemblage de populations (de bactéries par exemple) dans un échantillon environnemental (ex : échantillon de sol, sédiments, excréments..). Il est particulièrement approprié à l'étude (screening) de la faune du sol, généralement cryptique et très mal connue des naturalistes, alors que son importance fonctionnelle et l'importance de sa biodiversité sont reconnues. Il permet également d'étudier les microorganismes du microbiote intestinal (barcoding de l'ADN microbien), ou encore — globalement — les larves de coraux autour d'un récif corallien[5].

C'est la technique actuellement la plus rapide d'évaluation environnementale de la biodiversité de systèmes écologiques riches en espèces inconnues ou difficiles à déterminer. Elle permet aussi des comparaisons rapides entre sites à partir d'assemblages complexes d'espèces, sans avoir besoin de les connaitre, mais nécessite des moyens d'analyse biomoléculaires, et ne donne pas les mêmes informations qu'un inventaire classique. De plus pour certaines études (variations génétiques intraspécifiques, histoire évolutive du vivant par exemple), des biais ont pu provenir de l'utilisation de marqueurs (séquences génétiques) trop courte, et de gènes choisis parmi ceux qui évoluent trop lentement, mais à son niveau d'avancement des années 2000, c'est une technique qui pourrait révolutionner l'étude de la biodiversité et la taxonomie[6].

Gènes utilisésModifier

Chez les animaux :

  • gène mitochondrial CO1 (Cytochrome oxidase subunit 1) : Il a l'avantage d'être présent en de nombreuses copies, facilitant le séquençage. De plus, il « présente un niveau de variabilité intéressant : les différences entre les séquences de ce gène chez différents individus, apparues par mutations au cours du temps, sont faibles entre les individus d’une même espèce et élevées entre des individus d’espèces différentes[7]. »

Chez les plantes :

  • gène rbcL (Ribulose-bisphosphate carboxylase)
  • gène MatK (Maturase K)

Chez les champignons :

  • région ITS (Internal Transcribed Spacer Region)

Dans le mondeModifier

En 2003, Rudolf Meier, biologiste à l'Université nationale de Singapour, suggère le concept de code à barres ADN cette espèce animale pouvait être distinguée en séquençant moins de 1000 bases d’ADN mitochondrial à partir d’un échantillon. Avec d'autres passionnés, il construit une base de données codes barres d'espèces connues. En 2010, il crée à Guelph un consortium appelé iBOL (International Barcode of Life) et lève 80 millions de dollars pour la 1re grande bibliothèque de référence de séquences d’identification (7,3 millions de codes à barres déjà réunis mi 2019, chaque espèce pouvant en avoir plus d’un) [2].

Mi-2019, L'Universié de Guelph va lancer un effort mondial (180 millions de dollars) pour inventorier plus de 2 millions de nouvelles espèces (organismes multicellulaires) et de nombreux biologistes commencent à utiliser le barcoding. iBOL va (sur 7 ans) porter un projet « BIOSCAN » sur les espèces et leurs interactions écologiques dans 2500 sites, envisageant de collecter 15 millions d’enregistrements de codes à barres, dont 90 % devraient concerner des espèces encore non décrites[2].

En FranceModifier

Le Metabarcoding est notamment développé, depuis les années 2000 par le LECA (université de Grenoble)[8],[9],[10].

Séquenceurs d'ADNModifier

Des modèles miniaturisés apparaissent, dont le « MinION » qui en 2019 n’est pas plus grand qu’un téléphone portable et coûte moins de 1 000 dollars. Il identifie quatre bases de l'ADN et séquence des milliers de bases en une fois. Récemment, Oxford Nanopore Technologies, son concepteur, a produit une version autonome utilisable en pleine jungle sans connexion internet, qui tient dans une valise[2].

Pour 1 $ par échantillon, ils permettent la collecte, la préservation, l'extraction de l'ADN, le séquençage et l'analyse de suivi. Ce cout pourrait encore diminuer et passer à 0,02 dollar l’échantillon[2].

Avec des étudiants de premier cycle et des volontaires, Meier et son équipe avaient en 2018 à Singapour déjà compilés environ 200 000 codes-barres d’insectes (soit environ 10 000 espèces, dont plus de 70 % étaient inconnues de la science)[2].

Les insectes collectés par un seul entomologiste dans un unique piège à filet du parc national de Kibale (Ouganda) ont ainsi révélé un très grand groupe de mouches Phoridae, difficiles à identifier visuellement. Le barcoding d’un tiers seulement du lot d’insectes qui en totalisait 8700) a permis de détecter 650 espèces de Phoridae nouvelles pour la science, soit plus que plus que tous les Phoridae alors connus dans toute l’Afrique tropicale. À l'université de Stockholm, Emily Hartop spécialiste des diptères a confirmé 90 % de ces cas[2].

Collecte biologique d'ADN environnementalModifier

Parce qu'elles sont de puissant filtres (« une éponge de la taille d'un ballon de football peut filtrer presque une piscine en une journée »), et parce qu'à la différence de la plupart des autres animaux, elles ne font pas de discrimination dans la nourriture et les particules qu'elles absorbent, les éponges pourraient aussi servir de capteurs d'ADN environnemental.

Pour faciliter et rendre moins couteux les inventaires de la biodiversité subaquatique, Stefano Mariani, écologue spécialiste des milieux marins à l'Université de Salford, a eu l'idée d'utiliser des organismes filtreurs, car pour se nourrir ils doivent filtrer l'eau ambiante ; ce faisant, ils concentrent spontanément une grande quantité de matériel génétique dispersé dans l'eau[11]. Après quelques tests faisant qu'il n'a pas retenu le bivalves qui se ferment quand ils sont stressés, ou les crustacés qui choisissent leur nourriture, il a retenu l'éponge comme échantillonneur "à haut-débit". Il a ainsi isolé à partir d'éponges de l'Arctique l'ADN de 31 types d'organismes, dont mammifères (ex. : phoque de Weddell), oiseaux (ex. : manchot à jugulaire) et poissons (ex. : morue)[11]. Certes, les éponges ne vivent pas en haute mer ni dans la colonne d'eau, mais rien n'empêcherait de cultiver des éponges sur des bouées, des ROV, gliders ou autres véhicules subaquatiques pour des campagnes d'inventaire de la biodiversité dans divers milieux. Et de simples citoyens pourraient intégrer des campagnes de science participatives et collecter de petits morceaux d'éponge pour une étude[11]. Les éponges ont encore un petit défaut pour cet usage : elles filtrent l’eau à des vitesses variant selon l'espèce, l'âge, la température de l'eau, ce qui empêche de comparer des collections d’ADNe venant d'éponges différentes. Paul Hebert (écologue canadien) imagine cependant que des techno-éponges biomimétiques pourraient un jour sillonner les mers (ou être fixées et filtrer l'eau que le courant leur amène) tout en collectant de la donnée environnementale[11]. Remarque : en étudiant l'ADN environnemental qu'elle contient, il sera possible de savoir d'où provient une éponge par exemple trouvée dans un chalut.

Voir aussiModifier

CoursModifier

BibliographieModifier

  • (en) Austerlitz F, David O, Schaeffer B, Bleakley K, Olteanu M, Leblois R, Veuille M, Laredo C. 2009. DNA barcode analysis: a comparison of phylogenetic and statistical classification methods. BMC Bioinformatics, 10:S10.
  • (en) Barberousse A, Samadi S. 2010. Species from Darwin onward. Integrative zoology. 5: 187-197.
  • (en) Castelin M, Lambourdière J, Boisselier MC, Lozouet P, Couloux A, Cruaud C, Samadi S. 2010. Genetic structure, speciation pattern and endemism in poorly dispersive gastropods living on the New Caledonian slopes and nearby seamounts. Biological Journal of the Linnaean Society. 100: 420–438.
  • (en) Le Gall L, Saunders GW. 2010. DNA Barcoding is a powerful tool to uncover algal diversity: a case study of the Phyllophoraceae (Gigartinales, Rhodophyta) in the canadian flora. J. Phycol., 46:374-389.
  • (en) Lorion J., Buge B., Cruaud C., Samadi S. 2010. New insights into diversity and evolution of deep-sea Mytilidae (Mollusca: Bivalvia). Molecular Phylogenetics and Evolution. 57: 71–83
  • (en) Pons J, Barraclough T, Gomez-Zurita J, Cardoso A, Duran D, Hazell S, Kamoun S, Sumlin W, Vogler A. 2006. Sequence-Based Species Delimitation for the DNA Taxonomy of Undescribed Insects. Syst. Biol., 55:595-609.
  • (en) Puillandre N, Baylac M, Boisselier MC, Cruaud C, Samadi S. 2009. An integrative approach to species delimitation in Benthomangelia (Mollusca: Conoidea). Biological Journal of the Linnaean Society. 96:696–708.
  • (en) Puillandre N, Strong E, Bouchet P, Boisselier MC, Couloux A, Samadi S. 2009. Identifying gastropod spawn from DNA barcodes: possible but not yet practicable. Molecular Ecology Ressources. 9 :1311-1321.
  • (en) Puillandre N, Sysoev AV, Olivera BM, Couloux A, Bouchet P. Online First. Loss of planktotrophy and speciation: geographical fragmentation in the deep-water gastropod genus Bathytoma (Gastropoda, Conoidea) in the western Pacific. Syst. Biodivers., 8:371-394.
  • (en) Samadi S and A Barberousse. 2006. The tree, the network and the species. Biological Journal of the Linnean Society. 89:509–521.
  • (en) Samadi S, Barberousse A. 2009. Species: Towards new, well-grounded practices. Biological Journal of the Linnaean Society. 97:217–222.

RéférencesModifier

  1. (en) Elizabeth L. Clare, Frédéric J.J. Chain, Joanne E. Littlefair, Melania E. Cristescu et Kristy Deiner, « The effects of parameter choice on defining molecular operational taxonomic units and resulting ecological analyses of metabarcoding data », Genome, vol. 59, no 11,‎ , p. 981–990 (DOI 10.1139/gen-2015-0184)
  2. a b c d e f g h i et j Elizabeth Pennisi (2019) $180 million DNA ‘barcode’ project aims to discover 2 million new species Publié le 6 juin dans: Science, Biologie doi: 10.1126/science.aay2877
  3. Chih-Hsiang Tzeng, Tai-Sheng Chiu, DNA barcode-based identification of commercially caught cutlassfishes (Family: Trichiuridae) with a phylogenetic assessment Fisheries Research, In Press, Corrected Proof, Available online 6 February 2012
  4. metabarcoding.org?, Site internet offrant des articles scientifiques évalués par les pairs
  5. Nicolas Hubert, Erwan Delrieu-Trottin, Jean-Olivier Irisson, Christopher Meyer, Serge Planes, dentifying coral reef fish larvae through DNA barcoding: A test case with the families Acanthuridae and Holocentridae Molecular Phylogenetics and Evolution, Volume 55, Issue 3, June 2010, Pages 1195-1203
  6. Chih-Han Chang, Samuel James, A critique of earthworm molecular phylogenetics Original Research Article Pedobiologia, Volume 54, Supplement, 29 December 2011, Pages S3-S9 (résumé)
  7. Nicolas Puillandre, Qu’est-ce qu’un barcode moléculaire ?, Institut français de l'éducation, mission SANTO 2006
  8. Taberlet P., Coissac E., Pompanon F., Brochmann C., Willerslev E., (2012). Towards next-generation biodiversity assessment using DNA metabarcoding. Molecular Ecology, 21, 2045–2050
  9. Valentini A., Pompanon F., Taberlet P. (2008), DNA barcoding for ecologists. Trends in Ecology & Evolution 27, 110-117.
  10. Riaz T., Shehzad W., Viari A., Pompanon F., Taberlet P., Coissac E. (2011) ecoPrimers : inference of new DNA barcode markers from whole genome sequence analysis. Nucleic Acids Research 39(21), e145.
  11. a b c et d Elizabeth Pennisi (2019) Networks of sponges could capture DNA to track ocean health ; News de la revue Science publié le 3 juin dans : Océanographie / Plantes & Animaux ; doi: 10.1126 / science.aay2394